Recherche

Notre principal intérêt sont les récepteurs couplés à la protéine G neuronaux ou les GPCR.

Ces protéines sensorielles sont des cibles importantes de médicaments thérapeutiques et sont habituellement étudiées par pharmacologie ou électrophysiologie, mais nous pensons que nous ne pouvons pas bien comprendre leur fonction sans tenir compte de leur environnement cellulaire, accessible par les méthodes de biologie cellulaire.

Par la suite, nous avons bien découvert une relation inattendue étroite entre neuropharmacologie et biologie cellulaire neuronale. Plus précisément, nous savons maintenant que la fonction GPCR axonale est fortement limitée par les spécificités des axones matures (Figure 1). Ainsi, nos projets réels visent à déchiffrer cette relation étroitement liée entre l’activation GPCR et la structure axonale fonctionnelle.

Fig 1 : Neurone hippocampique de rat cultivé exprimant des récepteurs canabinoïdes CB1 marqués avec Green Fluorescent Protein (GFP en vert). Les CB1R situés en surface sont étiquetés en bleu tandis que la protéine endocytaire clathrine est étiquetée en rouge. Microphotographie de Christophe Leterrier.

Notre modèle principal GPCR est le récepteur cannabinoïde CB1, l’un des GPCR les plus abondants du cerveau et la cible cérébrale de Δ9-THC, composante psychoactive de la marijuana.

Après avoir découvert un nouveau modèle de ciblage axonal pour CB1R (Figure 2) et ayant rapporté les effets autonomes de l’activation du récepteur cannabinoïde sur la croissance des neurites, l’équipe est fortement motivée pour étudier les rôles physiologiques et physiopathologiques possibles de ces effets.

Fig 2 : Après la synthèse, les récepteurs sont d’abord délivrés à la membrane plasma somatodendritique. De là, ils sont endocytosés en raison de leur activation constitutive et entrent dans une voie transcytotique spécifique (orange). Le récepteur arrivant par cette route indirecte dépasse le nombre de CB1Rs directement (bleu)

Nous avons récemment identifié la contraction du cytosquelette de l’actomyosine neuronale comme un mécanisme qui transmettait un rôle inhibiteur de grande envergure aux cannabinoïdes dans l’expansion et la croissance neuronales (Roland et al., ELife, 2014).

Ce mécanisme agit en aval du récepteur cannabinoïde CB1R, la principale cible cérébrale des endocannabinoïdes et de la marijuana, couplée de manière atypique aux protéines G12 / G13 et à la kinase ROC associée à Rho.

Une telle modulation du cytosquelette de l’actomyosine neurale n’a pas encore été rapportée en aval des GPCR des neurotransmetteurs. Par conséquent, nos résultats ouvrent des perspectives antérieurement inattendues dans l’étude et la compréhension de la fonction cérébrale.

Fig 3 : Cône de croissance axiale, exprimant les récepteurs cannabinoïdes CB1 (bleu) et deux marqueurs du cytosquelette : les microtubules sont étiquetés en vert et l’actine filamenteuse est marquée en rouge. Microphotographie d’Alexandre B. Roland

Les techniques établies dans la gamme de l’équipe à partir de constructions moléculaires (telles que les protéines marquées par GFP) grâce à des mesures basées sur l’imagerie de la signalisation GPCR et du trafic dans les lignées cellulaires standard (telles que HEK293, CHO), dans les neurones hippocampiques cultivés et dans les tranches de cerveaux organotypiques électroporés par l’utérus .

Nous avons également validé récemment un nouveau paradigme de l’imagerie fonctionnelle du cerveau, en collaboration avec le Dr Mickael Tanter, l’Institut Langevin, l’ESPCI-ParisTech.

Cette méthode, appelée Ultrafast Functional Ultrasound ou fUS, en réalisant une mesure parallèle des paramètres fonctionnels avec une sensibilité, une résolution spatiotemporelle et une simplicité d’exploitation inégalée par les modalités actuelles d’imagerie, ouvrira l’accès aux aspects précédemment inexplorés de Fonction du cerveau.

Profitant de l’environnement de recherche spécifique d’ESPCI-ParisTech, l’une des principales "Grandes Ecoles" françaises, notre spécialité est le développement et l’utilisation systématique d’approches quantitatives d’imagerie pour dérouler la fonction neuronale au niveau cellulaire. Ma formation initiale en neuroanatomie dans le laboratoire de M. Palkovits (Semmelweis University, Budapest) me permet et me motive fortement de vérifier la pertinence in vivo des résultats in vitro en utilisant des modèles transgéniques de Drosophila et de souris.